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双光子靶向膜片钳技术

时间:2022-06-25     【原创】

       双光子显微镜成像原理不同于单光子,双光子成像需要同时用2个光子去激发荧光信号,使其跃迁到激发态,在从激发态回到稳态过程中就会释放能量从而发光,双光子膜片钳技术的优势在于成像分辨率很高,因为需要两个光子在同一焦面激发荧光,所以成像时候不会产生很强的背景噪声,故而其成像分辨率可以精确到一个spine,结合钙信号,是可以直接记录spine 的spike,此外,双光子膜片钳技术可以激发波长600~1020范围的激光,长波长的激光可以穿透300-400微米的组织,故而在in vivo水平,是可以直接使用其去成像。


       借助于双光子显微镜,我们是可以直接在in vivo水平做膜片钳记录,目前主要用in vivo下的cell-attach和whole-cell两种技术,更多的人是借助于双光子靶向膜片钳技术做钙成像,毕竟钙成像效率很高,但是钙成像在使用过程中,具有延迟的劣势,其次信噪比很差,很多比较弱的信号不能分辨,做in vivo水平做记录,有许多说不清的原因,诸如动物自身呼吸引起的组织颤动,前期手术处理很复杂,很费时,在脑片水平,双光子显微镜应用更加广泛,可以直接定点激活一个细胞,


       目前存在的问题是,双光子靶向膜片钳技术在激活一个细胞的过程中,由于激光范围小能量不足,很多时候很难得到激活信号,具体解决方法,有两种:


       一种是通过棱镜再次放大激光范围,实现较大单位的同时激活细胞表面更大范围,从而激活细胞,此外另一种思路就是短时间内在细胞表面快速移动激光位点,实现累积激发,从而让一个细胞被激活,如果日后膜片钳技术成熟,将不再需要利用dual-patch技术去研究神经元直接连接的相关问题,毕竟后者的工作量大,工作效率低。


       总结一下,借助于双光子靶向膜片钳技术,我们可以实现单细胞水平的分辨率,故而可以在in vivo水平下对单个细胞做whole-cell和cell-attach记录,因为是在in vivo水平下,所以就可以在细胞水平研究mice在参与某种行为时候的神经机制。

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